Effects of Ultrasonication Time on Chlorophyll-a and Phycocyanin Pigment Extraction from Spirulina platensis

Year 2018, Volume: 16 Issue: 3, 307 - 312, 29.10.2018

Salih Aksay , Rıdvan Arslan

https://doi.org/10.24323/akademik-gida.475362

Abstract

Interest on microalgae has increased in food,
pharmacy and cosmetic industries because of their high nutrient contents such
as proteins, essential oils, vitamins and pigments. Phycocyanin and chlorophyll,
which are responsible for blue and green pigments in Spirulina, are used as colorants
in foods such as dairy products, chewing gums and jellies, and pharmacy. For
pigment extraction from Spirulina, various methods are used such as solvent
extraction, supercritical solvent, freezing/thawing, sonication and enzymation.
In this study, the effect of ultrasonication process time on the extraction of
phycocyanin and chlorophyll-a prior to the application of solvent extraction with
methanol and aqueous sodium nitrate solution (1.5% NaNO₃), and the antioxidant
activity (FRAP, Ferric Reducing Ability of Plasma) of extracts were determined.
Ultrasonication for 1, 3, 5, 10, 15, 20, 30, 45, and 60 minutes were applied prior
to methanol and NaNO₃ solvent extraction for 120 minutes at room
temperature. Chlorophyll-a concentration with 6.75 mg/g dry spirulina for
control sample increased to 7.70 mg/g dry spirulina by 30 minute sonication process,
and it remained constant at further sonication times. Moreover, phycocyanin
concentration with 34.52 mg/g dry spirulina for control sample increased to
51.83 mg/g dry spirulina up to 45 minute sonication process and remained
constant at further sonication. Antioxidant activity of chlorophyll-a and
phycocyanin were 15.74 mg/g and 11.98 mg/g, respectively for 60 minutes sonic
application followed by solvent extraction. In conclusion, prior to solvent
extraction, 30 minute sonication process is recommended for chlorophyll-a while
45 minute process for phycocyanin.

Keywords

Spirulina platensis, Ultrasonication, Chlorophyll-a, Phycocyanin, Antioxidant activity

Spirulina’dan (Spirulina platensis) Klorofil-a ve Fikosiyanin Pigment Ekstraksiyonuna Ultrasonikasyon Süresinin Etkisi

Abstract

Mikroalglere olan ilgi protein, elzem yağ asitleri,
vitaminler ve pigmentler gibi besinsel bileşenler yönünden oldukça zengin
olmaları nedeniyle giderek artmaktadır. Spirulina
platensis’in rengi mavi fikosiyanin ve yeşil klorofil pigmentlerinden ileri
gelmekte olup bu pigmentler süt ürünleri, jöle ve sakız gibi gıda ürünleri ile
eczacılıkta renklendirici olarak kullanılabilmektedir. Spirulinadan pigment
ekstraksiyonunda çözgenlerle ekstraksiyon, süperkritik akışkan,
dondurma/çözdürme, sonikasyon ve enzimasyon gibi farklı yöntemler kullanılmaktadır.
Bu çalışmada farklı sürelerde ultrasonikasyon uygulamasının (1, 3, 5, 10, 15,
20, 30, 45 ve 60 dakika) metanol ve sulu sodyum nitrat çözeltisiyle (%1.5 NaNO₃)
klorofil-a ve fikosiyanin ekstraksiyonuna ve elde edilen pigmentlerin
antioksidan aktivitesine (FRAP: Ferrik İndirgeme Antioksidan Potansiyel) etkisi
incelenmiştir. Ultrasonikasyon sonrası metanol ve sodyum nitratla çözgen
ekstraksiyonu 120 dakika boyunca manyetik karıştırıcıyla ortam sıcaklığında
gerçekleştirilmiştir. Klorofil-a derişimi kontrol örneğinde 6.75 mg/g kuru
spirulina olarak bulunurken; sonikasyon uygulama süresiyle artarak 30. dakikada
7.70 mg/g kuru spirulina derişime ulaşmış ve sonrasında sabit kalmıştır.
Kontrol örneğinin fikosiyanin derişimi 34.52 mg/g spirulina bulunurken,
sonikasyon uygulama süresiyle artarak 45. dakikada 51.83 mg/g kuru spirulina
derişime ulaşmış ve sonrasında sabit kalmıştır. En yüksek antioksidan aktivite
60 dakika sonikasyon ardından çözgen ekstraksiyonda elde edilmiş ve klorofil-a ile
fikosiyanin için sırasıyla 15.74 mg/g ve 11.98 mg/g olarak bulunmuştur. Sonuç
olarak klorofil-a metanol ekstraksiyonu öncesi 30 dakika ultrasonikasyon,
fikosiyanin sodyum nitrat ekstrasiyonu öncesi 45 dakika ultrasonikasyon işlem
süreleri önerilebilir.

Keywords

Spirulina platensis, Ultrasonikasyon, Klorofil-a, Fikosiyanin, Antioksidan aktivite

References

• [1] Demiriz, T. (2008) Bazı Alglerin Antibakteriyal Etkileri. Yüksek Lisans Tezi, Ankara Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, Ankara, Türkiye, 2008.
• [2] Kavas, G., Kavas, N. (2009) Fonksiyonel gıdalarda mikroalglerin nutrasötik olarak kullanılması. Dünya Gıda Dergisi, 7, 96-98.
• [3] Venugopal, V. (2009). Marine Products for Healthcare: Functional and Bioactive Nutraceutical Compounds from the Ocean, CRC Press, Boca Raton, Florida, USA, 528s.
• [4] Yılmaz, H.K., Duru, M.D. (2011). Syanobakteri Spirulina platensis’in besin kimyası ve mikrobiyolojisi. Türk Bilimsel Derlemeler Dergisi, 4(1), 31-43.
• [5] Richmond, A. (2004). Handbook of Microalgal Culture: Biotechnology and Applied Phycology. Blackwell Science Ltd., New Jersey, USA, 588s.
• [6] Gouveia, L. (2008). Microalgae in Novel Food Products. In Food Chemistry Research Developments, Edited by K.N. Papadopoulos, Nova Science Publishers Inc. New York, USA, 75-111s.
• [7] Eliçin, K., Koç, C., Gezici, M., Gürhan, R. (2013). Biyoyakıt amaçlı mikroalg üretimi için bazı yetiştirme parametrelerinin belirlenmesi. Tarım Makinaları Bilimi Dergisi, 9(2), 99-107.
• [8] Gökpınar, Ş., Işık, O., Göksan, T., Durmaz, Y., Uslu, L., Ak, B., Önalan, S.K., Akdoğan, P. (2013). Algal biyoteknoloji çalışmaları. Yunus Araştırma Bülteni, 13(4), 21-26.
• [9] Spolaore, P., Joannis-Cassan, C., Duran, E., Isambert, A. (2006). Commercial applications of microalgae. Journal of Bioscience and Bioengineering, 101(2), 87–96.
• [10] Duru, M.D., Yılmaz, H.K. (2013). Mikroalglerin pigment kaynağı olarak balık yemlerinde kullanımı. Türk Bilimsel Derlemeler Dergisi, 6(2), 112-118.
• [11] Raposo, M.F.J., Morais, R.M.S.C., Morais, A.M.M.B. (2013). Health applications of bioactive compounds from marine microalgae. Life Sciences, 93, 479–486.
• [12] Habib, M.A.B., Parvin, M., Huntington, T.C., Hasan, M.R. (2008). A review of culture, production and use of Spirulina as food for humans and feeds for domestic animals and fish. FAO Fisheries and Aquaculture Circular No. 1034 Rome.
• [13] Soundarapandian, P., Vasanthi, B. (2008). Effects of chemical parameters on Spirulina platensis biomass production: Optimized method for phycocyanin extraction. International Journal of Zoological Research, 4(1), 1–11.
• [14] Macı́as-Sánchez, M.D., Mantell, C., Rodrı́guez, M., Ossa, E.M., Lubián, L.M., Montero, O. (2005). Supercritical fluid extraction of carotenoids and chlorophyll a from Nannochloropsis gaditana. Journal of Food Engineering, 66(2), 245–251.
• [15] Boussiba, S., Richmond, A. (1979). Isolation and characterization of phycocyanin from the blue-green algae Spirulina platensis. Archives of Microbiology, 120(2), 155-159.
• [16] Benzie, I.F.F., Strain, J.J. (1996). The Ferric Reducing Ability of Plasma (FRAP) as a measure of antioxidant power: The FRAP assay. Analytical Biochemistry, 239, 70- 76.
• [17] Koru, E. (2012). Earth Food Spirulina (Arthrospira): Production and Quality Standarts. In Food Additive. Edited by El-Samragy, In Tech. Croatia, 256s.
• [18] Moraes, C.C., Sala, L., Cerveira, G.P., Kalil, S.J. (2011). C-Phycocyanin extraction from Spirulina platensis. Wet Biomass, 28(1), 45–49.
• [19] Kuatrakul, I., Kuarthongsri, P., Yabuuchi, C., Somsai, K., Utama-ang, N. (2017). Sensory descriptive analysis and physicochemical properties of Spirulina platensis from different drying processes : Hot air drying and microwave vacuum drying. Current Applied Science and Technology Journal, 17(2), 191–199.